La stimulation cérébrale profonde comme traitement de la toxicomanie dans un modèle de rat

Résumé

Source : Batra, V., et al. Une méthode générale pour évaluer les effets de la stimulation cérébrale profonde sur l’auto-administration de méthamphétamine par voie intraveineuse. J. Vis. Exp. (2016).

Cette vidéo démontre un modèle de toxicomanie chez le rat dans lequel l’animal s’auto-administre de la méthamphétamine par voie intraveineuse en appuyant sur un levier, conduisant à un comportement compulsif de recherche de drogue entraîné par la libération de dopamine dans le noyau accumbens. Pour contrer cela, le rat subit une stimulation cérébrale profonde (DBS) via une électrode bipolaire implantée, délivrant des impulsions à haute fréquence pour inhiber les neurones hyperactifs dans le noyau accumbens. Les effets de la SCP sont ensuite évalués en observant les changements dans le comportement de recherche de drogues, révélant son potentiel à réduire les réponses liées à la dépendance.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Acclimatation des rongeurs et restriction alimentaire

1. Utilisez des rats Wistar adultes âgés de 3 mois au début de l’expérience. Les rats domestiques individuellement dans des cages équipées d’une unité à flux laminaire et d’un filtre à air dans un établissement de soins aux animaux à température et humidité contrôlées, accrédité par l’American Association for Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC), sur un cycle inversé de 12 heures de lumière et d’obscurité (lumières éteintes à 0600 hr).
2. Fournissez gratuitement de l’eau et de la nourriture standard pour rongeurs jusqu’à ce que le poids corporel soit d’environ 380 à 400 g. Par la suite, les rats restreignent leur alimentation et maintiennent à 85 à 90 % leur poids corporel libre pendant les séances expérimentales pour faciliter l’acquisition et le maintien de la réponse à la méthamphétamine.
3. Manipulez les rongeurs dans la salle de la cage familiale tous les jours dès leur arrivée tout au long des séances expérimentales afin d’enregistrer le poids corporel et d’ajuster l’allocation quotidienne de nourriture.
4. Une fois les poids cibles atteints, préparez-vous à implanter chirurgicalement chaque rat avec un cathéter jugulaire à demeure chronique et des électrodes de stimulation intracrânienne.

2. Cathétérisme de la veine jugulaire

1. Préparation du cathéter
   1. Préparez une longueur de 13 cm de tube silastique avec un diamètre intérieur de 0,012 x 0,025', créez une boule de silicone à 4 cm d’une extrémité du tube à l’aide d’un tube en silicone supplémentaire et d’électrocautérisation, et laissez sécher à l’air.
   2. Trempez l’autre extrémité du tube dans un solvant à base de limonène dérivé d’agrumes pendant quelques minutes et laissez-le se dilater. Connectez le tube expansé à une canule de guidage en acier inoxydable pliée à angle droit.
   3. Ancrez la base courbée de la canule de guidage en acier inoxydable à un carré de 1" de maille biocompatible à l’aide de ciment acrylique dentaire.
   4. Rincez le cathéter à l’intérieur et à l’extérieur avec de l’éthanol et de l’eau distillée. Injectez de l’air à travers le tube pour éliminer les gouttelettes de liquide résiduelles. Laisser sécher toute la nuit (non/nuit).
2. Technique stérile
   1. Effectuez toutes les opérations chirurgicales dans une salle d’opération animale dédiée en utilisant des techniques chirurgicales aseptiques. Stérilisez les instruments et les implants à l’aide d’un autoclave et préparez une zone stérile en plaçant du papier imperméable sur la table d’opération recouverte d’une ou plusieurs serviettes stériles.
   2. Portez des gants stériles et gardez tous les instruments, implants et gaze chirurgicale sur la zone stérile pendant la procédure. Essuyez chaque instrument avec un tampon imbibé d’alcool, puis passez 20 secondes dans un stérilisateur à billes entre les procédures lorsque plusieurs interventions chirurgicales sont effectuées.
3. Anesthésie
   1. Prétraiter les rats avec de l’atropine (sulfate) (0,04 mg/kg, s.q.) suivie de pentobarbital (20 - 50 mg/kg, ip) pour obtenir une anesthésie.
   2. Injecter aux animaux une suspension stérile de pénicilline G procaïne (75 000 unités, intramusculaire [i.m.]) et un agent analgésique (carprofène, 5 à 10 mg/kg, sc ou kétoprofène, 2 à 5 mg/kg, sc) immédiatement avant la chirurgie pour diminuer les infections périopératoires et la douleur, respectivement.
   3. Vérifiez qu’il n’y a pas d’anesthésie adéquate en pinçant modérément l’orteil à l’animal et, si aucune réponse ne se produit, procédez ainsi. Appliquez un lubrifiant pour les yeux sur les deux yeux.
4. Préparation du site chirurgical
   1. Rasez un patch dorsal de 2 x 2 cm sur le dos du rat, juste en arrière d’une ligne reliant les omoplates. Rasez une tache ventrale de 1 x 1 cm dans la région droite du cou entre la mâchoire et le sternum.
   2. Essuyez les zones rasées avec des tampons d’alcool suivis d’une solution de bétadine. Placez le rat sur une serviette stérile et laissez sécher la bétadine avant de continuer.
5. Implantation de cathéter
   1. Faites une incision parallèle à une ligne reliant les omoplates dans la région médio-scapulaire du dos à l’aide d’un couteau à 10 lames. Utilisez un hémostat pour séparer la peau du tissu conjonctif sous-jacent afin de créer un plan pour la base du cathéter en maille. Irriguez la zone avec une solution saline stérile et couvrez-la de gaze stérile avant de retourner le rat sur le dos.
   2. Faites une incision diagonale entre la mâchoire droite et le sternum à l’aide d’un couteau à 10 lames. Utilisez un hémostat pour séparer la peau du tissu conjonctif sous-jacent afin de localiser la veine jugulaire.
      Remarque : La veine jugulaire apparaît blanche/argentée et brillante, et est plus grande chez les rats mâles que chez les femelles.
   3. Placez une spatule sous la veine, attachez doucement une suture en soie 4-0 autour du haut (partie proximale) de la veine exposée et repoussez la veine dans le cou.
   4. Séparez les tissus conjonctifs pour créer une poche superficielle sous la peau inférolatérale du cou mais au-dessus du muscle. Poussez un trocart stérilisé de l’incision du cou à l’incision médio-scapulaire en creusant un tunnel derrière le bras et vers le haut. Faites passer le cathéter de l’arrière vers le cou en insérant un fil de guidage rigide à travers le trocart à partir de l’extrémité du cou et dans le cathéter distal. Tirez le fil de guidage vers l’incision du cou et le cathéter distal attaché suivra.
   5. Isolez la veine jugulaire droite à l’aide d’une spatule en tirant sur la suture proximale précédemment placée. À l’aide d’un ciseau à bille, faites une petite coupe partielle sur le dessus de la veine.
   6. Insérez une pince incurvée dans l’incision veineuse pour l’ouvrir. En gardant les pinces écartées mais en place, passez l’extrémité du cathéter entre les pointes des pinces et dans la veine à environ 2 à 3 cm, où elle se terminera à l’extérieur de l’oreillette droite.
   7. Fixez le cathéter en attachant une suture en soie 4-0 autour de la veine distale. Attachez les sutures proximales et distales ensemble dans un nœud « boîte » pour ajouter une stabilité supplémentaire.
   8. Rincez le cathéter avec une solution saline stérile héparinée et prélevez du sang pour confirmer la réussite de l’implantation. Coupez les sutures de 1 à 2 mm au-dessus des nœuds et rentrez le cathéter proximal restant sous la peau du cou. Fermez avec une suture/méthode appropriée de votre choix. Si des sutures ou des agrafes non résorbables sont utilisées, elles doivent être retirées en 10 à 14 jours sous anesthésie générale. Couvrez l’incision avec une pommade antibiotique à l’aide d’un applicateur stérile à coton.
   9. Ancrez le cathéter distal, la canule de guidage et le treillis au tissu dorsal sous-cutané à l’aide de sutures résorbables à deux des coins opposés de la base du treillis. Fermez l’incision du dos autour de la canule guide à l’aide de sutures résorbables interrompues et non inversées. Couvrez l’incision avec une pommade antibiotique à l’aide d’un applicateur stérile à embout de coton.
6. Soins postopératoires
   1. Rincez le cathéter avec une solution saline stérile héparinisée à 0,9 % à l’aide d’une seringue de 3 ml et placez un obturateur dans la canule guide pour éviter le colmatage.
   2. Rincez quotidiennement le cathéter de chaque rat pour maintenir la perméabilité.
   3. Immédiatement après l’intervention, placez le rat dans sa cage domestique au-dessus d’un coussin chauffant dans le bloc opératoire et observez jusqu’à ce que la conscience et le mouvement spontané reviennent.
   4. Remettez le rat récupéré dans la salle de la colonie et laissez passer cinq à sept jours avant la chirurgie intracrânienne. Peser, manipuler et évaluer quotidiennement leur état général, y compris la vérification de l’infection et l’évaluation du comportement, de l’apparence et des niveaux d’activité des animaux.
   5. Consultez le vétérinaire des ressources animales en cas de problème et suivez les schémas de traitement recommandés. Injecter aux animaux un agent analgésique (carprofène, 5 à 10 mg/kg, sc ou kétoprofène, 2 à 5 mg/kg, sc) pour traiter la douleur périopératoire au besoin.

3. Préparation chirurgicale pour la mise en place d’électrodes intracrâniennes

1. Effectuez toutes les interventions chirurgicales dans des conditions stériles telles que décrites à la section 2.2.
1. Anesthesia
   1. Place l’animal dans une chambre d’induction d’anesthésie et fournit un débit de gaz isoflurane dans la chambre à une puissance de 1 000 à 2 000 ml/min avec le vaporisateur réglé à 5 %.
   2. Une fois que l’animal est allongé, retirez-le de la chambre et placez-le dans le cône nasal sur la plate-forme de fonctionnement stéréotaxique rembourrée. Basculez le flux de gaz de la chambre vers le cône de nez et faites fonctionner le gaz avec le vaporisateur réglé à 2 - 3
    %.
   3. Ajustez le vaporisateur au besoin pour maintenir des respirations stables et aucune réponse à la stimulation pendant la chirurgie.
   4. Injectez chez le rat une suspension stérile de pénicilline G procaïne (75 000 unités, i.m.) et un agent analgésique (buprénorphine 0,05 à 0,5 mg/kg sc) immédiatement avant la chirurgie pour diminuer les infections périopératoires et la douleur, respectivement.
   5. Vérifiez qu’il n’y a pas d’anesthésie adéquate en pinçant modérément l’orteil à l’animal et, si aucune réponse ne se produit, procédez ainsi. Appliquez un lubrifiant pour les yeux sur les deux yeux.
2. Préparation du site chirurgical
   1. Rasez le haut de la tête du rat et placez le rat dans des barres d’oreille pour garder sa tête immobile pendant la procédure. Essuyez la zone rasée avec des tampons d’alcool suivis d’une solution de bétadine. Laissez sécher la bétadine avant de continuer.
3. Implantation d’électrodes
   1. Saisissez le cuir chevelu entre les oreilles et légèrement en avant de celles-ci avec une pince et utilisez des ciseaux pour couper la base. Cette manœuvre enlèvera une zone de peau de 1,5 x 1 cm sur le milieu du crâne.
   2. Utilisez une pince à 10 lames pour faire une incision circonférentielle à travers le péricrâne jusqu’au crâne, et une pince incurvée pour gratter et retirer le péricrâne. Irriguez la zone avec une solution saline stérile, tamponnez l’excès de sang et de solution saline avec de la gaze, et laissez le crâne sécher complètement afin que les points de repère osseux, y compris le bregma, puissent être clairement visibles.
   3. Pour une chirurgie bipolaire, montez deux électrodes bipolaires en platine-iridium, une dans chaque porte-électrode de chaque côté de la plate-forme opératoire stéréotaxique. Déplacez la première électrode en position à ~1 mm au-dessus du bregma et notez les coordonnées stéréotaxiques pour les positions antéro-postérieure (AP) et médiale-latérale (ML), qui seront affichées sur l’affichage numérique. Ne touchez PAS réellement l’extrémité de l’électrode au crâne car l’électrode ne fonctionnera plus. Répétez cette procédure pour l’autre électrode.
   4. Calculez les coordonnées finales AP et ML en fonction de la structure cible d’intérêt. Déplacez l’électrode dans cette position avec la pointe juste au-dessus du crâne pour obtenir la coordonnée dorso-ventrale (DV) initiale sur l’affichage numérique. Calculez la profondeur DV finale en fonction de la structure cible d’intérêt.
      Remarque : La coquille du noyau accumbens a été ciblée dans cet exemple, compte tenu de son implication connue dans le comportement de consommation de drogue, en utilisant les coordonnées stéréotaxiques suivantes par rapport à bregma :Coordonnée d’entrée AP = [Coordonnée affichée numériquement à bregma] + 1.6ML coordonnée d’entrée = [Coordonnée affichée numériquement à bregma] ± 2.4 pour droite/gauche profondeur DV = [Coordonnée affichée numériquement à la surface du crâne à l’entrée AP/ML] - 8.5
   5. Marquer la position d’entrée projetée de chaque électrode à la surface du crâne avec un marqueur permanent. Ne heurtez pas et ne touchez pas la pointe de l’électrode pendant cette manœuvre.
   6. Utilisez une meule ronde diamantée pour percer un trou de 1,4 mm à chaque marque. Attention à ne pas plonger par le crâne dans la voûte intracrânienne avec la perceuse à grande vitesse. Utilisez une pince incurvée pour percer la dure-mère une fois que le crâne a été percé.
   7. À l’aide d’une meule ronde diamantée, percez des trous de 0,7 mm à quatre endroits supplémentaires derrière les entrées d’électrode pour le placement des vis crâniennes. À l’aide d’un tournevis manuel, placez quatre vis en acier inoxydable de 0,8 (diamètre) x 3,2 (longueur) mm dans le crâne, deux de chaque côté de la ligne médiane. Fixez fermement ces vis jusqu’à environ la moitié de leur longueur dans le crâne, car elles sont l’infrastructure principale qui maintiendra la calotte crânienne en place pour les semaines et les mois à venir.
   8. Insérez soigneusement la première électrode à travers son burrhole dans le cerveau jusqu’à la profondeur DV calculée en tournant manuellement le bouton qui gère la coordonnée Z du porte-électrode. Tournez le bouton à une vitesse à peu près égale à 1/2 tour par seconde pour éviter d’endommager inutilement la pointe de l’électrode. Assurez-vous que l’extrémité de l’électrode ne touche pas le bord osseux de la burrhole lorsqu’elle pénètre dans le cerveau.
   9. Fixez la première électrode à l’aide d’une super-colle superposée sur le burrhole et les vis postérieures, puis de ciment dentaire. Une fois que cette construction a complètement séché, retirez l’électrode de son support. Répétez le processus d’insertion et de cimentation de la deuxième électrode. Appliquez du ciment dentaire jusqu’au bord de la peau, mais ne chevauchez pas la peau car cela desserre le capuchon de ciment crânien à long terme.
4. Soins postopératoires
   1. Placez deux capuchons anti-poussière sur les socles d’électrodes pour éviter le colmatage.
   2. Immédiatement après l’intervention, placez le rat dans sa cage domestique au-dessus d’un coussin chauffant dans le bloc opératoire et observez jusqu’à ce que la conscience et le mouvement spontané reviennent.
   3. Remettez le rat récupéré dans la salle de la colonie et laissez passer cinq jours avant de commencer l’expérience. Peser, manipuler et évaluer quotidiennement l’état général des rats, y compris la vérification de l’infection et l’évaluation du comportement, de l’apparence et des niveaux d’activité des animaux.
   4. Consultez le vétérinaire des ressources animales en cas de problème et suivez les schémas de traitement recommandés. Injecter aux animaux un agent analgésique (buprénorphine 0,05 à 1 mg/kg sc) pour traiter la douleur périopératoire au besoin. Les saignements intracrâniens peuvent être plus fréquents avec l’utilisation d’analgésiques non stéroïdiens (carprofène, 5 à 10 mg / kg, sc ou kétoprofène, 2 à 5 mg / kg, sc), donc utilisez la buprénorphine en périopératoire pour la chirurgie intracrânienne.

4. Appareil opérant

1. Utilisez des chambres de conditionnement opérantes en plastique et en acier inoxydable contenues dans des enceintes d’atténuation du bruit pour effectuer les expériences comportementales.
2. Équipez chaque enceinte d’un ventilateur d’extraction pour fournir une ventilation et un bruit blanc pour masquer les sons parasites.
3. Utilisez un ordinateur personnel et un système d’interface logicielle comportementale pour programmer les procédures et collecter les données expérimentales.
4. General Set-Up
   1. Equipez chaque chambre expérimentale de deux leviers de réponse montés sur une paroi de la chambre, avec une lumière de stimulus située au-dessus de chaque levier. Désignez l’un des leviers comme le levier « actif » afin qu’il entraîne une conséquence programmée lorsqu’il est enfoncé.
   2. Programmez une lumière de stimulus située directement au-dessus du levier de réponse active pour qu’elle s’allume pendant chaque session opérationnelle, indiquant la disponibilité du médicament.
   3. Avoir une réponse sur le levier actif entraînant une perfusion de méthamphétamine (0,05 mg/kg/perfusion dans 100 μl 0,9 % NaCl) sur 2,8 secondes, accompagnée de la lumière de la maison sur le mur opposé qui s’allume pendant 5 secondes et de la lumière du stimulus qui s’éteint pendant un délai d’attente de 30 secondes.
   4. Comptez les réponses sur le levier actif, mais elles ne doivent pas avoir de conséquences programmées pendant le délai d’attente de 30 secondes. Pour terminer, enregistrez les réponses sur le levier inactif, mais elles ne doivent pas avoir de conséquences programmées.

5. Procédure d’auto-administration de méthamphétamine par voie intraveineuse (IV)

1. Préparatifs généraux
   1. Chargez les rats dans les chambres opérantes aussi rapidement et calmement que possible pour minimiser les artefacts comportementaux. Fixez une laisse à ressort en acier inoxydable à la canule de guidage sur le dos du rongeur et à un émerillon de fluide étanche suspendu au-dessus de la chambre opérante.
   2. Assurez l’intégrité de la tubulure de raccordement de l’émerillon à la seringue de 20 ml dans une pompe motorisée située à l’extérieur de l’enceinte insonorisante. Pour ce faire, poussez le tube de connexion en plastique d’au moins 1/4 de pouce sur l’embout pivotant en métal et l’embout de l’aiguille de la seringue de médicament jusqu’à ce qu’il ne glisse pas en tirant modérément. Contrebalancez l’émerillon et la laisse pour permettre à l’animal de se déplacer sans retenue.
   3. Organisez des séances opérationnelles à peu près à la même heure chaque jour, du lundi au vendredi.
2. Acquisition
   1. Afin de faciliter l’acquisition rapide de méthamphétamine par voie intraveineuse auto-administrée, faites passer des rats à des séances quotidiennes de 6 heures pendant quatre à cinq jours consécutifs.
   2. Effectuez ces séances selon un programme de renforcement à ratio fixe FR-1 + 30 secondes au cours duquel les rats reçoivent une perfusion de méthamphétamine IV pour chaque pression sur le levier actif, suivie d’un délai d’attente de 30 secondes (par exemple, aucune conséquence de signal ou de récompense ne se produit en appuyant sur l’un ou l’autre levier).
      Remarque : Cet accès initial prolongé et « facile » fera en sorte que la majorité des rongeurs acquerront un comportement de consommation de drogue significatif en moins de 10 % ou moins de une semaine (figure 3).
3. Maintenance
   1. Au cours de la deuxième semaine de formation, faites fonctionner des rats lors de séances quotidiennes de 2 heures du lundi au vendredi pour maintenir et affiner l’auto-administration de méthamphétamine IV.
   2. Effectuez des séances selon un calendrier de renforcement à rapport fixe FR-1 + 30 secondes.
   3. Documentez une réponse stable et intense lorsque le nombre total d’analyses de méthamphétamine au cours de chaque séance varie de moins de 10 % pendant trois séances consécutives (figure 4) et que le nombre cumulatif de perfusions au cours des 30 premières minutes est supérieur au nombre cumulatif de perfusions au cours des 30 minutes suivantes (figure 5).
      Remarque : Ce critère garantit que les rats développent un schéma de charge de drogue au début de la session qui indique un comportement addictif19 et pas simplement une consommation occasionnelle.
4. Post-Session
   1. À la fin de chaque session, débranchez la laisse du dos du rongeur. Rincer le cathéter avec 0,1 ml de solution saline à 0,9 % contenant 800 UI de streptokinase pour prévenir la formation de caillots sanguins. Insérez un obturateur dans chaque canule guide pour éviter le colmatage avant de remettre les rats dans les cages domestiques.
   2. Testez la perméabilité des cathéters immédiatement après la fin de chaque séance expérimentale les mercredis pendant toute la durée de l’expérience.
      1. Préparez une seringue de 3 cc avec une aiguille de 22 G, contenant une solution saline bactériostatique héparinée pour tester la perméabilité du cathéter. Fixez une extrémité d’un morceau de tube en plastique de 4 à 6 pouces de long à l’aiguille et l’autre extrémité au poteau métallique de l’ensemble cathéter-canule sur le dos de l’animal.
      2. Infusez 0,1 à 0,2 ml de solution saline pour assurer un écoulement clair, puis tirez le piston de la seringue vers l’arrière. Si le cathéter est perméable, il doit à la fois rincer facilement et aspirer le sang qui sera visible dans la tubulure. Relâchez le piston et perférez encore 0,2 ml pour évacuer tout le sang à travers le cathéter.
      3. Si le sang ne peut pas être prélevé, retirez la seringue de 3 cc et le tube de la tige métallique.
      4. Préparez une seringue de 1 cc avec une aiguille de 22 G, contenant du méthohexital sodique, un anesthésique à action rapide, pour tester davantage la perméabilité du cathéter. Fixez une extrémité d’un morceau de tube en plastique de 4 à 6 pouces de long à l’aiguille et l’autre extrémité au poteau métallique de l’ensemble cathéter-canule sur le dos de l’animal.
      5. Perfusez 1,5 mg et retirez rapidement la seringue de 1 cc et le tube du poteau métallique sur le dos de l’animal. Rebranchez la seringue de 3 cc remplie de solution saline bactériostatique héparinée et perférez 0,1 à 0,2 ml. Si l’animal perd du tonus musculaire dans les 3 secondes, le cathéter est breveté et fonctionnel.
5. Voir le Dossier supplémentaire « Pièges courants » pour une section sur les pièges qui traite des effets indésirables de la méthamphétamine, de l’auto-administration de méthamphétamine et de la difficulté d’extraction chez le rat.

6. Appareil de stimulation cérébrale

1. Utilisez 10 à 12 boîtes en plexiglas (12 x 18 x 18 po) (l x h x p) pour exécuter les expériences de SCP. Couvrez chaque boîte à l’extérieur avec du papier opaque rigide qui recouvre l’arrière et les côtés de la boîte pour empêcher les rats de se voir ou d’interagir les uns avec les autres. Laissez le panneau avant transparent à découvert afin que l’examinateur puisse voir les animaux pendant les séances de stimulation.
2. Couvrez le dessus des boîtes avec un panneau semi-perméable qui empêche les rats de s’échapper tout en permettant à l’air de circuler. Utilisez ce panneau pour soutenir les commutateurs qui se trouvent au-dessus de chaque boîtier afin de faciliter la connexion électrique entre le capuchon de tête de rongeur et le système de stimulation.
3. Utilisez un système de stimulation capable de fournir un courant constant à plusieurs animaux simultanés pour les expériences DBS. Utilisez un système composé d’un processeur de signal numérique/d’une interface de communication programmable par l’utilisateur, d’un stimulateur, d’une batterie de stimulateur, d’un répartiteur de canaux et du logiciel qui l’accompagne (voir la fiche technique).
4. Utilisez des câbles de longueur personnalisée pour connecter les ports de canal du stimulateur au socle électronique supérieur de chaque commutateur.
   Remarque : La longueur nécessaire dépend de chaque laboratoire. Ces câbles se trouvent en dehors de la zone des animaux et n’ont pas besoin d’être recouverts d’un ressort en acier inoxydable.
5. Connectez le socle électronique inférieur du collecteur au socle d’électrode implanté sur le capuchon de la tête du rongeur à l’aide de câbles de 16 pouces recouverts d’un ressort en acier inoxydable. Assurez-vous que les câbles sont suffisamment longs pour permettre un mouvement libre dans toutes les zones de l’enclos sans tension significative sur le capuchon de tête.
   Remarque : Un câble qui se termine à peu près là où se trouverait la tête du rat lorsqu’il se tient sur ses quatre pattes est généralement adéquat.
6. Programmation de stimulation cérébrale
   1. Utilisez un ordinateur personnel et un logiciel de programmation pour programmer les paramètres de stimulation (par exemple, forme d’onde, fréquence, largeur d’impulsion, retard entre stimulus, amplitude du courant) et collecter les données expérimentales.
   2. À l’aide d’un langage de programmation visuel, spécifiez les fonctions que chaque appareil exécutera pour atteindre les paramètres expérimentaux et les données qui seront stockées et/ou projetées pour être visionnées en temps réel. Les commandes qui exécutent ce projet particulier sont illustrées à la figure 1.
   3. Spécifiez la fréquence, la largeur d’impulsion et l’amplitude souhaitées dans le panneau de commande visuel (Figure 2) avant le début de l’expérience. Les paramètres typiques de la stimulation à haute fréquence chez le rat sont similaires à ceux utilisés dans la stimulation clinique du cerveau profond humain : fréquence de 130 à 180 Hz, largeur d’impulsion de 60 à 90 ms et amplitude de courant de 100 à 250 μA4,8-10.
      Remarque : Un courant plus faible est utilisé chez le rongeur en raison de sa taille réduite par rapport au primate.

7. Procédure de stimulation cérébrale profonde

1. Pour charger des rats dans les boîtes, fixez le câble à ressort en acier inoxydable du collecteur à chaque socle d’électrode sur le capuchon de la tête. Testez l’impédance de chaque électrode en faisant fonctionner 5 μA de courant à une fréquence de 1 000 Hz pendant 2 secondes.
   1. Si l’impédance est égale ou inférieure à 125 KOhm, alors poursuivez l’expérience car l’électrode est capable de délivrer une stimulation thérapeutique. Si l’impédance est supérieure à 125 kOhms, envisagez de retirer l’animal de l’expérience, car la haute résistance de l’électrode peut tronquer le courant à des niveaux potentiellement sous-thérapeutiques.
2. Faites passer les rats à une ou deux séances de simulation d’accoutumance, au cours desquelles ils seront attachés au(x) câble(s) d’électrode mais ne recevront aucun traitement actif. Les tests simulés élimineront tout effet comportemental non spécifique. Immédiatement après chaque séance simulée, transportez les rats vers les boîtes opérantes pour la séance quotidienne de 2 heures d’auto-administration de méthamphétamine par voie intraveineuse.
3. Répartissez les rats en deux groupes, une cohorte de stimulation active et une cohorte de stimulation simulée, de sorte que la consommation de drogue de base ne soit pas significativement différente entre les groupes.
4. Effectuez des séances quotidiennes de SCP sur la cohorte de rongeurs pendant 5 jours au cours desquelles ils reçoivent soit une stimulation cérébrale électrique active, soit aucune stimulation pendant 3 heures en fonction de leur affectation de groupe. Immédiatement après chaque séance de SCP, transportez les rats vers les boîtes opérantes pour la séance quotidienne de 2 heures d’auto-administration de méthamphétamine par voie intraveineuse.
   1. Observez attentivement les animaux pendant au moins une partie de chaque séance de SCP pour vous assurer que la stimulation ne provoque pas de modifications claires dans le comportement des animaux. Si des comportements anormaux se produisent pendant/après la stimulation, prenez soin de documenter ces observations. Remarque : Les auteurs n’ont pas remarqué d’altérations comportementales significatives ou de changements dans la consommation de nourriture et d’eau au cours de l’expérience décrite dans cet article.
5. Modifier la durée du traitement par SCP, les paramètres électriques et le temps entre la séance de SCP et la séance opérante au besoin, selon l’hypothèse.

Résultats

figure 1. Langage de programmation visuelle. L’enquêteur utilise un langage de programmation visuel, comme l’exemple montré ici, pour concevoir un programme capable de fournir une stimulation cérébrale à plusieurs a...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Chambres opérantes pour rongeurs	Med Associates, Inc	ENV-008CT	Med Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Téléphone : (802) 527-2343
Kopf Petit Animal Instrument stéréotaxique avec console d’affichage numérique	Kopf Instruments	Model 940	Kopf Téléphone : 1-877-352-3275 Télécopieur : 1-818-352-3275 Courriel : sales@kopfinstruments.net
Processeur de bioamplification 3-DSP de la série Z	Tucker Davis Technologies	RZ5D	Tucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Alachua, FL 32615 États-Unis Tél. : 386-462-9622
Stimulateur 32 canaux www.tdt.com série Z	Tucker Davis Technologies	IZ2-32	Le logiciel est accompagné d’un manuel qui explique comment programmer des expériences à l’aide de la plate-forme OpenEx, qui peut être accessible ici : http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
Batterie LI-ION de 48 volts pour stimulateur IZ2 Tucker	Davis Technologies	LZ48-200
Boîtier de répartiteur 32 canaux pour PZ5	Tucker Davis Technologies	S-BOX_PZ5
Progiciel OpenEx Ext pour l’enregistrement neuronal multicanal Tucker	Davis Technologies	Électrodes stimulantes au
	Plastics One Inc	MS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"	Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
Câbles à 2 canaux entre stimulateur et collecteur	Plastics One Inc	305-441/2 avec ressort
Câbles à 2 canaux entre le collecteur et le socle d’électrodes	Plastics One Inc	305-305 avec ressort
Collecteurs à 4 canaux	Plastics One Inc	SL2+2C et SL2+SC/SB

platine-iridium OpenEx